JBCS

INTRODUÇÃO

A busca por compostos bioativos, a partir de fontes naturais, continua sendo inspiração para os químicos medicinais no processo de descoberta e desenvolvimento de novos fármacos.^1-4 Os produtos naturais (PNs) ocupam um espaço químico diferenciado quando comparados aos compostos totalmente sintéticos. A biossíntese fornece estruturas com características particulares difíceis de serem obtidas com a síntese total, como por exemplo: a diversidade de esqueletos, compostos altamente funcionalizados e controle estereoquímico.^3-4 O Brasil apresenta uma ampla biodiversidade, a qual é considerada uma fonte de substâncias biologicamente ativas.² Neste contexto, nosso grupo de pesquisa desenvolve trabalhos centrados na investigação da constituição química e na avaliação das propriedades biológicas de espécies vegetais da família Cucurbitaceae, utilizadas popularmente com o nome de taiuiá.⁵ Algumas dessas espécies são utilizadas na medicina tradicional para o tratamento das mais variadas enfermidades, dentre elas, artrite, sinusite, tumores de pele, doenças reumáticas e também contra efeitos de venenos de cobra.⁶

De maneira geral, os componentes majoritários de espécies da família Cucurbitaceae são as cucurbitacinas, triterpenos tetracíclicos de esqueleto incomum 19 (10→9β) abeo-5α-lanosteno (Figura 1). Até o presente momento, já foram descritas mais de 50 cucurbitacinas e suas principais diferenças estruturais estão relacionadas às funcionalidades no anel A, cadeia lateral e fatores estereoquímicos.⁷ Os compostos desta classe podem ser isolados na forma livre (aglicona) ou glicosilada, no entanto, o isolamento de glicosídeos de cucurbitacinas é dificultado pela presença da enzima β-glicosidase em muitos tecidos vegetais.⁸

Figura 1. Estrutura geral do esqueleto cucurbitano e da di-hidrocucurbitacina B

Entre as espécies investigadas destaca-se Wilbrandia ebracteata, da qual foram identificados mais de 20 cucurbitacinas até o momento.^9,10 A di-hidrocucurbitacina B (1; Figura 1) é o composto majoritário do extrato diclorometânico das raízes W. ebracteata e apresentou resultados relevantes em estudos in vivo com redução significativa do crescimento celular, quando avaliada frente à linhagem de melanoma (B16F10), assim como inibição do edema de pata induzido por carragenina.^11,12 Nos últimos anos, as cucurbitacinas têm despertado interesse, principalmente em função das atividades citotóxica e antitumoral que apresentam. Elas são capazes de induzir alterações morfológicas e fisiológicas em células tumorais, atuando por diferentes mecanismos de ação¹³ e alguns estudos demonstraram que os derivados glicosilados apresentam menor toxicidade quando comparado ao derivado não glicosilado.¹⁴

Adicionalmente, em trabalhos anteriores, foi descrita a atividade citotóxica em linhagens tumorais de cucurbitacinas obtidas de W. ebracteata, bem como de análogos obtidos por modificações moleculares da di-hidrocucurbitacina B, realizadas principalmente nas posições 2 e 16.^10,15 Em sequência a esses trabalhos, tornou-se importante a obtenção de derivados glicosilados de cucurbitacinas, os quais ocorrem na planta em baixas concentrações, para avaliação de suas propriedades biológicas. Apesar do interesse renovado pelas propriedades biológicas de cucurbitacinas,¹³ são poucos os trabalhos direcionados para obtenção de novos derivados desta classe de produtos naturais, glicosilados ou não.^15-17 Com esse objetivo, foram realizadas reações de glicosilação na di-hidrocucurbitacina B, seguindo metodologias clássicas como a reação de Köenigs-Knorr e as reações com os derivados tricloroacetimidato da glicose e galactose peracetiladas.^18,19

RESULTADOS E DISCUSSÃO

O precursor di-hidrocucurbitacina B (1) foi isolado do extrato diclorometânico das raízes de W. ebracteata com rendimentos satisfatórios (20%), conforme metodologia já descrita.¹⁰

Os derivados glicosilados 16-(1,2-ortoacetato-3,4,6-tri-O-acetil-α-D-glicopiranose)di-hidrocucurbitacina B (2), 2-O-(2,3,4,6-tetra-O-acetil-β-D-galactopiranosil)di-hidrocucurbitacina B (3) e 2-O-(β-D-galactopiranosil)di-hidrocucurbitacina B (4), apresentados na Figura 2, foram preparados conforme método de Köenigs-Knorr e reações com imidatos, respectivamente.^18,19

Figura 2. Derivados glicosilados de di-hidrocucurbitacina B 2, 3 e 4

Em ambas as reações estudadas foram utilizados derivados haletos e imidatos de glicose e galactose como unidades doadoras de glicosídeos (Esquema 1). A obtenção destes doadores envolve a preparação de intermediários comuns, os compostos 1,2,3,4,6-penta-O-acetil-D-glicopiranose (6a) e 1,2,3,4,6-penta-O-acetil-D-galactopiranose (6b), os quais foram obtidos a partir da proteção da D-glicose 5a e D-galactose 5b com anidrido acético, na presença de iodo molecular.²⁰ Os derivados haletos, brometo de 2,3,4,6-tetra-O-acetil-α-D-glicopiranosila (7a) e brometo de 2,3,4,6-tetra-O-acetil-α-D-galactopiranosila (7b) foram preparados a partir das unidades monossacarídicas protegidas 6a e 6b com rendimentos de 67% e 62%, respectivamente, pela reação com ácido bromídrico em ácido acético (33%). Os derivados imidatos, 2,3,4,6-tetra-O-acetil-α-D-glicopiranosila tricloroacetimidato (9a) e tricloroacetimidato 2,3,4,6-tetra-O-acetil-α-D-galactopiranosila (9b) foram obtidos com rendimentos de 50% e 62%, respectivamente, pela reação inicial dos compostos 6a e 6b com acetato de hidrazina, para desproteção seletiva em C-1 (carbono anomérico) gerando os compostos 8a e 8b e posterior reação destes com tricloroacetonitrila, na presença de DBU.

Esquema 1. Rota de síntese para preparaçao dos doadores de unidades monossacarídicas 7a-b e 9a-b

O composto glicosilado 16-(1,2-ortoacetato-3,4,6-tri-O-acetil-α-D-glicopiranose)-di-hidrocucurbitacina B (2) foi obtido seguindo a metodologia clássica de Köenigs-Knorr com rendimento de 17%, pela reação entre di-hidrocucurbitacina B e quantidades equimolares do doador 7a e Ag₂O como promotor da O-glicosilação (Esquema 2A).¹⁸ A mesma reação foi desenvolvida com o doador 7b, seguindo as mesmas condições reacionais e alternativamente com algumas variações como, por exemplo, tempo reacional, número de equivalentes, variação do solvente e do agente promotor (Ag₂CO₃). Porém, foram obtidas misturas complexas de difícil separação cromatográfica, não sendo possível identificar a formação de derivado glicosilado.

Esquema 2. Esquemas de síntese de obtençao dos derivados glicosilados 2 (2A), 3 e 4 (2B)

A identificação estrutural do derivado 1,2-ortoacetato 2 foi realizada com base na constatação da presença de apenas 3 grupos acetilas na unidade monossacarídica, ao invés dos 4 presentes no doador, ao mesmo tempo que se observa um sinal adicional no espectro de RMN ¹³C em δ 122,0 ppm, sendo este valor típico de ortoésteres.²¹ A análise do mapa de correlação heteronuclear (HMBC) demonstrou correlação do sinal em δ 122,0 ppm com um simpleto (3H) em δ 1,55 ppm, o qual não está presente no espectro de RMN ¹H de 1. Por meio da correlação do simpleto em δ 1,55 ppm pode-se atribuir a posição de substituição do produto 2, uma vez que o mesmo correlaciona-se com o sinal em δ 73,8 ppm referente a C-16.

O mecanismo de formação do composto 2 pode ser explicado pelo ataque nucleofílico da hidroxila em C-16 ao íon oxocarbenium do composto 7a, porém no carbono carbonílico do grupamento acetato de C-2' (Figura 3).

Figura 3. Mecanismo provável para formaçao do 1,2-ortoéster 2 (diasteroisômeros endo e exo)

Na análise do espectro de RMN ¹H foi possível observar a formação de diasteroisômeros na proporção de 2:1, com base nas integrais do hidrogênio olefínico (H-6). De acordo com a literatura,²² a isomeria é com relação à estereoquímica da metila em δ 1,55 ligada ao carbono carbonílico (δ 122), o qual sofreu o ataque nucleofílico. A metila pode estar orientada em β caracterizando o composto exo (trans ao anel pirano) ou endo quando disposta em α (Figura 3).

O derivado 2-O-(2,3,4,6-tetra-O-acetil-β-D-galactopiranosil)di-hidrocucurbitacina B (3) foi obtido com rendimento de 17% pela reação do doador imidato 9b com a di-hidrocucurbitacina B, na presença de triflato de trimetilsilila (TMSOTf) como catalisador, sob atmosfera de nitrogênio (Esquema 2B).¹⁹ Porém, utilizando essa metodologia não foi possível obter o derivado de di-hidrocucurbitacina B contendo a unidade monossacarídica glicose (reação entre 1 e composto 9a). A formação do composto 3 foi confirmada por espectro de RMN ¹H devido à presença de um dupleto em δ 4,63 ppm, cuja constante de acoplamento (J= 7,8 Hz) indica a formação do isômero β-D-galactopiranosídeo. A posição de substituição na aglicona di-hidrocucurbitacina B foi determinada por análise dos mapas de contorno HMBC e COSY. A confirmação foi possível devido ao deslocamento do sinal de espectro de RMN ¹³C referente a C-2, o qual apresentava-se em δ 71,7 ppm no produto de partida (1) e, após a formação da ligação glicosídica (3), deslocou-se para δ 76,0 ppm.

Finalmente, a desacetilação do derivado 3, na presença de metóxido de sódio e metanol, conduziu à formação do 2-O-(β-D-galactopiranosil)di-hidrocucurbitacina B (4), com 48% de rendimento.

Os compostos glicosilados 2, 3 e 4 foram avaliados quanto à atividade citotóxica frente à linhagem celular de adenocarcinoma de pulmão (A549) e os resultados contribuíram para estudos de QSAR (Quantitative Structure-Activity Relationship) de uma biblioteca de derivados de cucurbitacinas, obtidas em trabalhos anteriores.²³

CONCLUSÃO

Os derivados glicosilados 16-(1,2-ortoacetato-3,4,6-tri-O-acetil-α-D-glicopiranose)-di-hidrocucurbitacina B (2) e 2-O-(2,3,4,6-tetra-O-acetil-β-D-galactopiranosil) de di-hidrocucurbitacina B (3) foram obtidos com 17% de rendimento, pela reação de di-hidrocucurbitacina B (1) na presença de Ag₂O e TMSOTf, respectivamente. A reação de desacetilação de 3 forneceu o derivado 2-O-(β-D-galactopiranosil)di-hidrocucurbitacina B (4) com 48% de rendimento.

As metodologias de glicosilação estudadas permitiram a síntese de compostos glicosilados inéditos (compostos 2, 3 e 4), os quais se destacam pelo fato de que poucos derivados glicosilados de cucurbitacina com padrão de substituição em C-16 são descritos, além de não existirem relatos quanto ao isolamento de derivados contendo galactose como unidade monossacarídica.

PARTE EXPERIMENTAL

Os reagentes e os solventes utilizados nas reações e nos procedimentos de purificação foram previamente tratados conforme métodos descritos na literatura.²⁴ Os espectros de RMN ¹H e ¹³C foram realizados em CDCl₃ a temperatura ambiente (25 ºC) em espectrofotômetro Bruker Avance 2 a uma frequência de 500 MHz para ¹H e 125 MHz para ¹³C. Os deslocamentos químicos foram expressos em δ relativo ao tetrametilsilano (TMS). Espectrometria de Massas de alta resolução foi realizada em equipamento Bruker Daltonics MicroTOF-Q II. As colunas cromatográficas foram realizadas utilizando gel de sílica com granulometria 40-63 µm ou 63-200 µm. Agentes cromogênicos de detecção: vanilina fosfórica (2,5 g de vanilina em 50 mL de etanol e 12,5 mL de ácido orto-fosfórico 85%) e solução ácida de molibidato cério e amônio [cério molibdênio 1%, ácido molíbdico 1,5% diluídos em ácido sulfúrico concentrado 10% (v/v) e água destilada qsp.].

Isolamento de di-hidrocucurbitacina B das raízes de W. Ebracteta

As raízes dessecadas de W. ebracteata (3,7 kg) foram moídas em moinho de facas e em seguida submetidas a maceração exaustiva em diclorometano (10,0 L). Inicialmente, foi realizado um fracionamento cromatográfico com o extrato DCM (10 G) do tipo CLV (coluna líquida à vácuo) em funil com placa de vidro sinterizado, utilizando como fase estacionária gel de sílica para CCD G60. A fase móvel foi constituída com a mistura de solventes hexano-acetato de etila, em gradiente de polaridade crescente até acetato de etila 100%. Deste fracionamento inicial foram obtidas 9 frações, sendo que 3 dessas foram reunidas devido a sua semelhança cromatográfica em CCD e também por apresentarem di-hidrocucurbitacina B como constituinte majoritário. A etapa seguinte foi a realização de uma nova coluna cromatográfica das frações reunidas contendo di-hidrocucurbitacina B majoritariamente. A fase estacionária foi sílica gel G60 e a fase móvel foi a mistura de solventes hexano e acetato de etila na proporção 60:40 (v/v). O rendimento final de di-hidrocucurbitacina B foi de 20% em relação ao extrato DCM (m/m).

Di-hidrocucurbitacina B (1): Sólido branco; P.F.: 180-184 ºC; Rf 0,53 [Hex:AcOEt:50:50 (v/v)]. ESI-EM [M - H]^-: calculado para C₃₂H₄₇O₈: 559,3276; encontrado: 559,3300. RMN ¹H (CDCl_3, 500 MHz)²⁵, δ: 5,79 (1H, ddd, J_6-7α = 6 Hz; J_6-7β = 2 Hz; J_6-10 = 2 Hz, H-6), 4,41 (1H, dd, J _2-1β = 13,0 Hz; J _{- 2-1α} = 6,0, H-2), 4,31 (1H, ddd, J_16-15β = 9,0; J_16,17 = 7,4 Hz; J_16,15α = 1,0, H-16), 3,25 (1H, d, J_{12α -12β} = 14,5 Hz, H-12α), 2,82 (1H, m, 23a), 2,73 (1H, m, H-10), 2,70 (1H, d, J_{12β -12α} =14,5 Hz, H-12β), 2,54 (1H, m, H-23b), 2,49 (1H, d, J _17,16 = 7,4 Hz , H-17), 2,41 (1H, m, H-7β), 2,31 (1H, ddd, J_{1α -1β} = 13,0 Hz; J_{1α - 2} = 6,0 Hz; J_{1α -10} = 3,6 Hz, H-1α), 2,03 (2H, m, H-24a, H-24b), 1,99 (1H, m, H-7α), 1,98 (1H, m, H-8), 1,96 (3H, s, -OCOCH₃), 1,85 (1H, dd, J_15β-16 = 9,0 Hz ; J_15β-15α = 13,0 Hz; H-15β), 1,46 (3H, s, CH₃-27), 1,44 (3H, s, CH₃-26), 1,43 (3H, s, CH₃-21), 1,40 (1H, m, H-15α), 1,37 (3H, s, CH₃-30), 1,35 (3H, s, CH₃-28), 1,29 (3H, s, CH₃-29), 1,24 (1H, m, H-1β), 1,08 (3H, s, CH₃-19), 0,98 (3H, s, CH₃-18). RMN ¹³C (CDCl_3, 125,8 MHz), δ: 213,9 (C-22), 213,1 (C-3), 212,1 (C-11), 140,6 (C-5), 120,5 (C-6), 81,3 (C-25), 78,9 (C-20), 71,7 (C-2), 71,1 (C-16), 57,8 (C-17), 50,7 (C-14), 50,3 (C-4), 49,0 (C-13), 48,7 (C-12), 48,4 (C-9), 45,5 (C-15), 42,3 (C-8), 36,1 (C-1), 38,4 (C-24), 33,8 (C-10), 30,7 (C-23), 29,4 (C-29), 26,2 (C-26), 25,8 (C-27), 24,5 (C-21), 23,9 (C-7), 21,3 (C-28), 20,1 (C-19), 19,8 (C-18), 18,8 (C-30), -OAc (170,4; 22,0).

Síntese dos derivados O-glicosilados

16-(1,2-ortoacetato-3,4,6-tri-O-acetil-α-D-glicopiranose)-di-hidrocucurbitacina B (2): Em um balão de 2 bocas contendo o composto brometo de 2,3,4,6-tetra-O-acetil-α-D-glicopiranosila (7a) (242,0 mg; 0,54 mmol), di-hidrocucurbitacina B (100,0 mg; 0,18 mmol), Ag₂O (124,0 mg; 0,54 mmol) e peneira molecular 4Å (300,0 mg) foram adicionados 5 mL de 1,2-dicloroetano seco. Posteriormente o sistema foi submetido à atmosfera de N₂ sob proteção de luz e mantido com agitação por 24 horas à temperatura ambiente, sendo acompanhado por CCD [hexano: acetato de etila 4:6 (v/v)]. Após 24 horas a mistura reacional foi diluída em diclorometano e filtrada em Celite^® utilizando funil com placa de vidro sinterizado. O produto bruto da reação foi purificado por coluna cromatográfica em gel de sílica [hexano: acetato de etila 1:1 (v/v)] e o composto 2 foi isolado como um sólido branco com 17% de rendimento (27,0 mg, 0,030 mmol). Dados do composto: Rf 0,38 [AcOEt: Hex 1:1 (v/v)]. ESI-EM: calculado para C₄₆H₇₀O₁₇N [M + NH₄]⁺: 908,4638; encontrado 908,4632; calculado para C₄₆H₆₆NaO₁₇ [M + Na]⁺: 913,4192; encontrado 913,4181. RMN ¹H (CDCl_3, 500 MHz) δ: 5,85 (1H, ddd, J_6-7α = 6 Hz; J_6-7β = 2 Hz; J_6-10 = 2 Hz, H-6), 5,61 (1H, d, J_1',2' = 5,0 Hz, H-1), 5,10 (1H, m, H-5'), 4,89 (1H, dd, J_3',4' = 9,7 Hz; J_4',5' = 2,8 Hz, H-4'), 4,40 (1H, m, H-2), 4,30 (1H, ddd, J_16-15β = 9,0; J_16,17 = 7,4 Hz; J_16,15α = 1,0 H-16), 4,20 (2H, m, H-2', H-6a'), 4,18 (1H, m, H-6b'), 3,89 (1H, m, H-3'), 3,60 (1H, d, J_OH,2 = 4,0 Hz), 3,20 (1H, d, J_{12α ,12β} = 15,0 Hz, H-12α), 2,72 (1H, d, J_{12α ,12β} =15,0 Hz, H-12β), 2,70 (1H, m, H-10), 2, 68 (1H, m, H-23a), 2,58 (1H, d, J_16,17 = 7,0 Hz, H-17), 2,51 (1H, m, H-23b), 2,03 (2H, m, H-24a, H-24b), 2,13 (3H, s, COCH₃), 2,10 (3H, s, COCH₃), 2,09 (3H, s, COCH₃), 1,98 (1H, m, H-8), 1,96 (3H, s, OCOCH₃), 1,74 (1H, m, H-15β), 1,65 (1H, m, H-15α), 1,55 (3H, s, CH₃'), 1,45 (3H, s, CH₃-27), 1,44 (3H, s, CH₃-26), 1,42 (3H, s, CH₃-21), 1,34 (3H, s, CH₃-28), 1,27 (3H, s, CH₃-29), 1,26 (3H, s, CH₃-30), 1,24 (1H, m, H-1β), 1,09 (3H, s, CH₃-19), 0,98 (3H, s, CH₃-18). RMN ¹³C (CDCl₃,125,8 MHz), δ: 213,9 (C-22), 212,9 (C-3), 211,9 (C-11), 170,7 (C-OAc), 170,2 (C-OAc), 169,7 (C-OAc), 169,3 (C-OAc), 140,0 (C-5), 122 (C-7'), 120,8 (C-6), 96,7 (C-1'), 81,3 (C-25), 78,9 (C-20), 73,8 (C-16), 72,3 (C-2'), 71,7 (C-2), 70,6 (C-5'), 68,0 (C-4'), 67,0 (C-3'), 62,9 (C-6'), 56,3 (C-17), 50,1 (C-4), 49,0 (C-13), 48,7 (C-12), 48,3 (C-9), 48,1 (C-14),42, 3 (C-8), 41,1 (C-15), 35,9 (C-1), 35,0 (C-24), 33,8 (C-10), 30,1 (C-23), 29,4 (C-29), 26,2 (C-26), 25,8 (C-27), 24,4 (C-21), 23,6 (C-7), 22,4 (C-OAc), 21,3 (C-28), 21,3 (C-8'), 20,1 (C-19, C-OAc), 19,8 (C-18, C-OAc), 19,6 (C-OAc) 18,8 (C-30).

2-O-(2,3,4,6-tetra-O-acetil-β-D-galactopiranosil)di-hidrocucurbitacina B (3):em um balão foram reunidos os compostos di-hidrocucurbitacina B (100,0 mg; 0,178 mmol), 1-tricloroacetimidato de 2,3,4,6-tetra-O-acetil-α-D-galactopiranosila (9b) (105,0 mg; 0,214 mmol) e peneira molecular 4 Å. Em seguida, foram diluídos em diclorometano destilado (5,0 mL) e mantidos sob N₂ a temperatura de -10 ºC para a adição do promotor triflato de trimetilsilila (TMSOTf) (14 µL; 77 µmol). O sistema foi agitado por 1 hora nas condições mencionadas anteriormente e, em seguida, a reação foi finalizada com a adição de Et₃N concentrada. O produto bruto da reação foi purificado por coluna cromatográfica em gel de sílica [hexano: acetato de etila 1:1 (v:v)], sendo o composto 3 isolado como um sólido branco com rendimento de 17% (27,0 mg; 0,030 mmol). Dados do composto: Rf 0,31 [AcOEt: Hex 1:1 (v/v)]. ESI-EM: calculado para C₄₆H₆₅O₁₇ [M - H]^-: 889.4227; valor encontrado 889,4191. RMN ¹H (CDCl₃, 500 MHz), δ: 5,76 (1H, ddd, J_6-7α = 6 Hz; J_6-7β = 2 Hz; J_6-10 = 2 Hz, H-6), 5,39 (1H, dd, J_3',4' = 3,4 Hz, J_4',5' = 1,0 Hz, H-4'), 5,20 (1H, dd, J_1',2' = 7,9 Hz, J_2',3' = 10,8 Hz, H-2'), 5,03 (1H, dd, J_3',4' = 3,4 Hz; J_3',2' = 10,8 Hz, H-3'), 4,63 (1H, d, J_1',2' = 7,8 Hz, H-1'), 4,54 (1H, dd, J_2,1β = 13,0 Hz, J_2,1α =5,7 Hz, H-2), 4,31 (1H, ddd, J_16-15β = 9,0; J_16,17 = 7,4 Hz; J_16,15α = 1,0, H-16), 4,25 (1H, dd, J_6a',5' = 5,7 Hz, J_6a',6b' = 11,2 Hz, H-6a'), 4,05 (1H, dd, J_6b',5' = 7,8 Hz, J_6a',6b' = 11,2 Hz, H-6b'), 3,81 (1H, m, H-5'), 3,28 (1H, d, J_{12α ,12β} = 15,0 Hz, H-12α), 2,82 (1H, m, H-23a), 2,76 (1H, m, H-10), 2,70 (1H, d, J_{12α ,12β} = 15,0 Hz, H-12β), 2,54 (1H, d, J_16,17 = 7,0 Hz, H-17), 2,52 (1H, m, H-23b), 2,40 (1H, m, H-7β), 2,20 (1H, m, H-1β), 2,18 (3H, s, OCOCH₃), 2,16 (3H, s, OCOCH₃), 2,06 (3H, s, OCOCH₃), 2,05 (2H, m, H-24a, H-24b), 2,00 (3H, s, OCOCH₃), 1,97 (1H, m, H-8), 1,96 (1H, s, COOCH₃), 1,95 (1H, m, H-7α), 1,84 (1H, m, H-15β), 1,46 (3H, s, CH₃-27), 1,44 (3H, s, CH₃-26), 1,42 (3H, s, CH₃-21), 1,42 (1H, m, H-1α), 1,40 (1H, m, H-15α), 1,36 (3H, s, CH₃-30), 1,27 (3H, s, CH₃-28), 1,25 (3H, s, CH₃-29), 1,07 (3H, s, CH₃-19), 0,98 (3H, s, CH₃-18). RMN ¹³C (CDCl₃,125,8 MHz), δ: 213,9 (C-22), 212,0 (C-11), 208,7 (C-3), 170,5 (C-OAc), 170,4 (C-OAc), 170,3 (C-OAc), 170,2 (C-OAc), 170,0 (C-OAc), 140,0 (C-5), 120,3 (C-6), 100,1 (C-1'), 81,3 (C-25), 78,9 (C-20), 76,0 (C-2), 71,1 (C-16), 70,8 (C-3'), 70,5 (C-5'), 68,8 (C-2'), 66,8 (C-4'), 60,9 (C-6'), 57,8 (C-17), 50,7 (C-14), 50,3 (C-4), 48,9 (C-12), 48,5 (C-13), 48,4 (C-9), 45,5 (C-15), 42,3 (C-8), 34,9 (C-24), 34,4 (C-10), 33,8 (C-1), 30,7 (C-23), 28,8 (C-29), 26,2 (C-26), 25,8 (C-27), 24,5 (C-21), 23,9 (C-7), 22,4 (C-OAc), 21,5 (C-28), 21,1 (C-OAc), 20,8 (C-OAc), 20,6 (C-OAc, C-OAc), 20,0 (C-19), 19,8 (C-18), 18,7 (C-30).

2-O-(β-D-galactopiranosil)di-hidrocucurbitacina B (4):o composto 2-O-β-D-(2,3,4,6-tetra-O-acetil-galactopiranosídeo) de di-hidrocucurbitacina B (3) (33,0 mg, 0,037 mmol) foi dissolvido em MeOH (1,0 mL) seguido do tratamento com solução de NaOMe 1 mol L^-1 até pH 9-10. O sistema reacional foi mantido sob agitação à temperatura ambiente por 1 hora, e em seguida resfriado a 0 ºC para a adição de resina Dowex 50WX8-200 para a neutralização (pH 7,0) da mistura reacional. O produto bruto da reação foi filtrado, concentrado e purificado por coluna cromatográfica com sistema de solventes [DCM: MeOH 5:0,5 (v:v)]. O composto 2-O-β-D-galactopiranosídeo de di-hidrocucurbitacina B 4 foi isolado com 48% de rendimento (13 mg; 0,018 mmol). Dados do composto: Rf 0,17 [DCM: MeOH: 5:0,5 (v/v)]. ESI-EM: calculado para C₃₈H₆₂O₁₃N [M + NH₄]⁺: 740.4216; valor encontrado 740,4204; calculado para C₃₈H₅₈NaO₁₃ [M + Na]⁺: 745.3770; valor encontrado 745.3768. ESI-EM/EM m/z 740 (15 eV): 501.3213 [M + NH₄- Gal-AcOH]⁺, 100% (calculado para C₃₀H₄₅O₆: 501.3211), 663.3739 [M + NH₄-AcOH]⁺, 26% (calculado para C₃₆H₅₅O₁₁: 663.3739). RMN ¹H (CDCl₃,500 MHz), δ (ppm): 5,77 (1H, H-6), 4,57 (1H, H-2), 4,31 (1H, H-16), 4,28 (1H, H-1'), 4,08 (1H, H-6a'), 3,99 (1H, H-4'), 3,84 (1H, H-6b'), 3,75 (1H, H-2'), 3,63 (1H, H-5'), 3,55 (1H-H3'), 3,28 (1H,H-12a), 2,81 (1H, H-23a), 2,76 (1H,H-10),2,70 (1H, H-12b), 2.54 (1H, H-17), 2,52 (1H, H-23b), 2,44 (1H, H-1a) 2,41 (1H, H-7a), 2,04 (2H, H-24), 1,97 (1H, H-7b), 1,96 (3H, COOCH₃), 1,84 (1H, H-15a), 1,81 (1H, H-1a), 1,47 (1H, H-1b) 1,46 (3H, CH₃ - 27 ) 1,44 (3H, CH₃-26), 1,42 (3H, CH₃-21), 1,40 (1H, H-15b), 1,36 (3H, CH₃-30), 1,28 (3H, CH₃-28 ), 1,26 (3H, CH₃-29), 1,06 (3H, CH₃-19), 0,96 (3H, CH₃-18). RMN ¹³C (CDCl₃, valores de ¹³C atribuidos com base no mapa de contornos HSQC), δ: 120,3 (C-6), 104,0 (C-1'), 79,2 (C-2), 75,2 (C-3'), 73,7 (C-5'), 71,4 (C-2'), 71,3 (C-16), 68,4 (C-4'), 62,5 (C-6'), 57,9 (C-17), 48,9 (C-12), 45,2 (C-15), 42,3 (C-8), 34,8 (C-1), 30,7 (C-23) 28,7 (CH₃-29), 26,1 (CH₃-26), 25,8 (CH₃-27), 24,3 (CH₃-21), 21,4 (C-OAc), 19,9 (CH₃-19), 19,7, (CH₃-18), 18,5 (CH₃-30).

AGRADECIMENTOS

Os autores agradecem ao Conselho Nacional de Desenvolvimento Científico e Tecnológico (CNPq), Fundação de Amparo à Pesquisa e Inovação do Estado de Santa Catarina (FAPESC), Consejo Nacional de Investigaciones Científicas y Técnicas (UMYFOR-CONICET, Argentina) e UBA (Universidad de Buenos Aires, Argentina) pelo apoio financeiro.

REFERÊNCIAS

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